1.1 接种干细胞

取对数生长期的细胞，按照2.0x 10^4 Cells/cm²的细胞密度接种至培养器皿，于37°C, 5%CO₂培养环境下培养至汇合度90~100%，弃掉上清，加入成脂诱导分化培养基诱导液。NOTE: 如细胞贴壁性较差，建议使用0.1%明胶对培养底面进行包被。

1.2 细胞分化诱导

于37°C, 5%CO₂培养环境下培养约3天，更换为成脂诱导分化培养基维持液，培养1天后，再更换为成脂诱导分化培养基诱导液，继续培养3天。按照以上换液频率诱导14~21天,并注意观察细胞形态变化。根据细胞诱导形成的脂滴数量和大小，决定终止细胞诱导的时间，并进行染色鉴定。

2. 染色鉴定

2.1 细胞固定

吸去培养基使用适量1xPBS清洗一次,弃去后取适量4%中性甲醛溶液覆盖培养器皿底面,室温固定30~60min,弃去固定液再使用1xPBS清洗两次。

2.2 油红O染色

取生理盐水或1xPBS与油红O原液配制油红0工作液(油红0原液:生理盐水=3:2)，现用现配。配制后可对油红O工作液进行离心，以沉淀染色液中的过饱和析出物。向清洗干净的诱导孔内加入适量油红O工作液,静置染色30min。吸走油红O工作液，用1xPBS清洗两次，并加入适量1xPBS避免细胞干燥。

2.3 诱导评估

显微镜下观察成脂染色效果，并进行图像采集和诱导评估。诱导成功时，脂滴与油红O染料结合后呈现红色或橘红色。NOTE: 干细胞的成脂分化水平因细胞类型、细胞供体来源，培养条件、细胞代次、细胞状态和分化时间等因素而异。